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19/11/2012

Bonjour,
  Plusieurs produits alternatifs ont été proposés (cf. Yamaguchi 2010 ci-joint), notamment l'OTE (Oolong tea extract), le permanganate de potassium, l'acide phosphotungstique et le "platinum-blue". Nous avons obtenu de bons résultats avec l'OTE sur tissus végétaux mais pas très reproductibles. Il semble que la solution ne soit pas stable.
  Je sais que d'autres personnes ont fait des tests avec l'OTE, notamment la plateforme Imagif sur du végétal, vous pouvez les contacter (www.imagif.cnrs.fr).
    Si le MET est équipé d'une bonne caméra on peut souvent se passer de coloration, ce qui évite bien des problèmes.
   Bonnes observations,
                Catherine
P.S. On peut se procurer de l'OTE chez Delta Microscopies.

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19/11/2012

Bonjour,
Je suis à la recherche d'informations concernant le contraste positif des échantillons avant observation en TEM.
Nous utilisions auparavant l'acétate d'uranyle pour contraster nos coupes de parois végétales après immunomarquage, mais ce produit est maintenant à éviter et difficile à se procurer (pb radioactivité).
Quelqu'un connait il un produit alternatif à l'acétate d'uranyle pour contraster les échantillons végétaux ?
Merci d'avance,
Bonne journée à tous,
Anouck
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08/11/2012

Bonjour!
Il s'agit de mon image!
Ce sont des myoblastes de souris (lignée C2C12) marquées DAPI/Mitotracker Red, imagées sur un confocal ZEISS 510 META à l'aide d'une diode 405 et d'un laser HeNe 543.
Le confocal n'est pas incontournable pour imager ce genre de choses mais il (entre autres) augmente la résolution XY de 30% et réalise des tranches optiques fines contrairement à un épifluo classique.
Vous pouvez me contacter afin que l'on en discute
Bonne journée
Elodie
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08/11/2012

Bonjour à tous,
Je suis à la recherche d'informations sur 2 aspects:
- les logiciels de déconvolution: sur quelles data? tous payants? lequel choisir?
- l'imagerie des mito/lyso/RE-trackers: le confocal est-il incontournable? qqun a d'ailleurs publié la photo suivante sur le site du réseau, alors si il ou elle se reconnaît... j'aimerais pouvoir obtenir la même qualité!
Si l'un d'entre vous se fait connaître, je peux détailler les questions!
Merci beaucoup d'avance pour vos réponses et bonne fin de journée à tous.

Anne-Catherine

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02/11/2012

Salut,
Regarde les références chez France lampes, ils ne sont pas cher.
A+
Cyril

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02/11/2012

Bonjour,
Nous avons besoin d'acheter des alimentations HBO 100W  pour deux microscopes LEICA. Si vous connaissez les revendeurs pas chers, je suis preneuse ! Et  pour la même occasion je cherche les pistes pour acheter ensemble d'éclairage
« metal-halid »120W.
Je vous remercie par avance
Amicalement
Liudmila

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28/09/2012

Bonjour,
J'ai essayé également d'éliminer l'autofluorescence avec du bleu d'Evans sur des coupes de tiges d'arbre pour lesquelles nous avons beaucoup d'autofluorescence au niveau des parois des cellules du bois due à la présence de lignine : ce n'était pas très concluant même à des concentrations relativement élevées (1% si je me souviens bien). Ceci dans le cas de manip d'immunolocalisation avec Ac IIaire couplé à la FITC.
Cordialement.
Nicole

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28/09/2012

Bonjour,
J'ai utilisé avec succès la coloration après marquage avec bleu d'Evans. Une traitement avec ce colorant diminue significativement l'autofluorescence mais le colorant est fluorescent dans le rouge et son application se limite en conséquence aux marquages avec des sondes fluorescents bleues, vertes, jaunes. Vous trouvez plus d'info dans le fichier joint.
Ton.

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28/09/2012

Bonjour,
Je réalise actuellement des manips d'immunofluorescence sur des coupes d'insectes pour lesquelles j'aimerais grandement réduire l'autofluorescence de mes tissus. J'ai vu des protocoles utilisant une solution aqueuse de borohydrure de sodium, seulement en consultant la Fiche de Sécurité du produit, je vois que le NaBH4 peut produire une réaction violente et dégager des gaz très inflammables en contact avec l'eau.
-Est-ce que l'un d'entre vous a déjà utilisé cette technique et si oui, quelles précautions de sécurité faut-il prendre ?
-Ou bien , avez-vous d'autres recettes à me conseiller ?
Merci pour vos réponses,
Cordialement
Séverine

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22/09/2011

Bonjour,
Je suis également dans la même situation, je viens de demander des devis pour cryostats et je ne connais pas ceux de microm , nous avons un vieux Leica que nous essayons de remplacer.
j'aimerai particulièrement avoir les avis des personnes qui possèdent  le Microm HM 550 avec dispositif à effet Pelletier de refroidissement de l'échantillon , la désinfection de la chambre par solvant chimique et l'aspiration des déchets.
Merci pour les infos.
Bonne journée

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21/09/2011

Bonjour,

Notre unité est en train de prospecter pour l'achat d'un nouveau cryostat.

Nous aimerions savoir si parmi vous certains utilisent des cryostats Microm, et si oui, êtes-vous satisfaits du service après-vente ?

Cordialement,

Sabine

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25/01/2012

merci pour les conseils ,
Voici quelques précisions demandées par Marjorie Juchaux à  l'INRA d'Angers
un enrobage ne suffirait-il pas pour le vibratome??
est-ce vraiment une inclusion des tissus?
Quel type d’échantillon utilisez vous?
effectivement ce n'est pas une inclusion et le terme enrobage est celui qui convient , il est utilisé pour maintenir l'orientation de l'embryon du poisson .

Voici la recette :

1-Solution d’albumine :

Dissoudre 90 gr d’ovalbumine dans 200 ml de tampon phosphate 0,1M pH 6 à 7Il est important de vérifier le pH du tampon phosphate . Utiliser du tampon à bas pH (autour de 6), car si le pH est autour de 8 on a une polymérisation trop rapide identique au problème de la chaleur

 N.B : ajouter très progressivement la poudre d’albumine sous agitation.

 2-Solution de gélatine :

Dissoudre 1,5 gr de gélatine dans 100ml du même tampon.Ne pas prélever directement la gélatine dans son flacon d’origine.
Mélanger 2 volumes d'albumine et  1 volume de gélatine

puis fractionner en 4 ml dans des tubes  à essai
Le mélange se conserve à –20°C pendant 1 an voire plus

 

Mode opératoire :
L’enrobage  est réalisé le jour de la coupe au vibratome, l’échantillon est déposé  dans un moule plastique, puis sous une sorbonne , réaliser la préparation suivante : dans le tube de 4 ml du mélange albumine-gélatine , déposer 330 µl de gluta à 25%  sur le rebord du tube, puis boucher et  retourner le tube 2 à 3 fois ; ensuite, verser très vite ce mélange dans le moule d'inclusion plastique. On obtient un bloc  que l'on peut orienter facilement et couper facilement au vibratome.                        

Chantal
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24/01/2012

Bonjour,
nous utilisons aussi l agarose, en essayant d adapter son pourcentage à la dureté de l échantillon, de 2% pour une jeune racine à 6 % pour un tissu ligneux assez dur.
Cela permet d eviter que la coupe ne saute trop facilement de l agarose.
Cordialement
Geneviève

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24/01/2012

Bonjour,
Pour nos coupes réalisées avec le vibratome, si l'échantillon est petit (petite racine, morceau de feuille par exemple), j'enrobe l'échantillon dans de l'agarose de 4 à 6 %.
On obtient des petits blocs d'agarose contenant l'échantillon, que l'on peut facilement coller sur la platine. Il faut juste faire attention de ne pas placer l'échantillon dans
l'agarose trop chaude.
J'espère que cela pourra convenir pour vos échantillons.
Cordialement,
Joëlle

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24/01/2012

Bonjour,
nous utilisons pour effectuer des coupes au vibratome une inclusion des échantillons dans un mélange albumine-gélatine qui polymérise par addition de glutaraldéhyde.
Avez vous un autre milieu d'inclusion à nous proposer pour éviter l'utilisation de glutaraldéhyde?
merci pour vos conseils
Chantal

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22 sept 2011

> Bonjour,
 > Je suis également dans la même situation, je viens de demander des devis pour cryostats et je ne connais pas ceux de microm , nous avons un vieux Leica que nous essayons de remplacer.
 > j'aimerai particulièrement avoir les avis des personnes qui possèdent  le Microm HM 550 avec dispositif à effet Pelletier de refroidissement de l'échantillon , la désinfection de la chambre par solvant chimique et l'aspiration des déchets.
 > Merci pour les infos.
 > Bonne journée
 >
 >> Bonjour,
 >>
 >> Notre unité est en train de prospecter pour l'achat d'un nouveau cryostat.
 >> Nous aimerions savoir si parmi vous certains utilisent des cryostats Microm,
 >> et si oui, êtes-vous satisfaits du service après-vente ?
 >> Cordialement,
 >>
 >> Sabine
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15 sept 2011

Bonjour,
je réalise du FISH sur des coupes de colon de rat afin de caractériser la présence ou non d'une certaine bactérie.
Le nombre de cette bactérie par coupe étant très faible, je me demande si la PCR in situ serait une méthode complémentaire, me permettant d'augmenter mon signal et donc de mieux visualiser?
Quelqu'un utilise t'il cette méthode ? avez de la documentation ou des protocoles pour m'aider?

En vous remerciant par avance
Cordialement
Myriam

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23 mai 2011

Merci beaucoup pour l' info, c'est vrai que le prix camera est élevé et l'équipement UV est également onéreux. C'est pour cela que on hésite un peu avant de se lancer dans l'achat.

Bonne continuation

Laura
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21 juin 2011

Bonjour

Nous avons fait un essai de quantum dots de Roche, mais nous n’avons pas, sur notre site de l’ENVA, l’équipement fluo vraiment adapté pour vérifier les résultats obtenus.

Un membre du réseau, localisé en Ile-de-France, aurait-il l’équipement adéquat pour lire la fluo des QDots de Roche, c’est à dire un filtre 605 nm pour l'émission orange et 655 nm pour le rouge ?

Ce membre du réseau accepterait-il de nous recevoir pour faire un rapide contrôle de nos résultats ?

D’avance merci.

Jean-Luc
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2 mai 2011

Bonjour

nous avons sur la plateforme un Hirox SH 1500. Nous avons testé avant l'achat le Hitachi, dans sa version précédente. De mémoire c'est une bonne machine, qui permet de faire de l'analyse élémentaire mais le voltage n'était pas réglable et du coup il avait tendance à brûler très vites les échantillons (nous travaillons sur des plantes , congelées par pelletier sans métallisation). Pour moi il est plus adapté aux matériaux ou au "solide" . Voir:

http://www.versailles-grignon.inra.fr/pciv/materiel/equipements__1/meb_de_paillasse

Le Hirox permet de moduler le voltage et de préserver les échantillons (environ 15 min) le grossissement est de 15000 (et pas de 30000 comme sur notre site il me semble) . Nous en sommes très content, c'est comme une grosse loupe bino (obtention d'une image en 10 min tout compris). Il est parfois un peu gourmand en filament de production d'électrons.

Rappelez moi pour plus de précisions ou pour avoir un contact avec des personnes l'ayant directement utilisé.

Cordialement